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Nov 10, 2023

Efectos de la fertilización con oxígeno en la reducción de daños en habichuela inundada (Phaseolus vulgaris L.)

Informes científicos volumen 12,

Scientific Reports volumen 12, Número de artículo: 4282 (2022) Citar este artículo

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Las inundaciones son uno de los principales factores de estrés abiótico para la producción de hortalizas en Florida. Se realizaron ensayos hidropónicos y en macetas con judías verdes para evaluar los efectos de la fertilización con oxígeno en el estado bioquímico y fisiológico de las plantas de judías verdes inundadas. Hubo tres tratamientos en los ensayos hidropónicos: (1) inundado (control), (2) aireación de burbujas con aire ambiental y (3) peróxido de hidrógeno (H2O2) aplicado al comienzo del ensayo. La salud de las plantas se evaluó determinando las tasas de absorción de nitrógeno (N) y fósforo (P). Los ensayos en macetas de invernadero se utilizaron para cuantificar los efectos de tres dosis diferentes de aplicación de fertilizantes de oxígeno sólido como peróxido de calcio (CaO2) y peróxido de magnesio (MgO2). Los resultados mostraron que las tasas de absorción de N y P de la planta fueron significativamente mayores (p < 0,05) con H2O2 que sin H2O2. Las tasas de absorción de N con H2O2 fueron similares a las de aquellos con burbujeo. La tasa de absorción de NH4+ fue significativamente mayor que la de NO3− con las condiciones de burbujeo y H2O2, pero la tasa de absorción de NO3− fue significativamente mayor que la de NH4+ en la condición de inundación. La altura de la planta, el verdor de las hojas, la biomasa de los brotes y el rendimiento fueron significativamente mayores con CaO2 o MgO2 que sin ningún fertilizante de oxígeno sólido. El daño mínimo de la habichuela inundada se encontró con 2 g de CaO2 o 4 g de MgO2 por maceta. Estos resultados indicaron que la fertilización con oxígeno puede mejorar potencialmente el rendimiento de las plantas de frijol inundado.

Florida ocupa el primer lugar en superficie y valor total de la producción de judías verdes (Phaseolus vulgaris), pero la productividad de las judías verdes a menudo se ve muy reducida por las fuertes lluvias que resultan de los huracanes y las tormentas tropicales. El frijol verde es susceptible a las inundaciones y sufre estrés hipóxico, lo que resulta en la supresión del crecimiento y la reducción del rendimiento1. Según Holbrook y Zwieniecki2, la principal causa del estrés hipóxico es la deficiencia de oxígeno en el suelo; el coeficiente de difusión de oxígeno es 10 000 veces mayor en el aire (2,14 × 10–1 cm2 s−1) que en el agua (1,97 × 10–5 cm2 s−1). Para la mayoría de las especies de plantas3, la deficiencia de oxígeno se produce en el suelo de la zona de raíces con concentraciones de O2 disuelto inferiores a 2 mg L−1. Por lo tanto, las plantas de frijol en campos inundados reciben una cantidad insuficiente de O2 biodisponible para el metabolismo normal de las raíces y sufren daños por anegamiento.

En la hipoxia, se activa el metabolismo anaeróbico y se detiene la fosforilación oxidativa. La tasa de biosíntesis de ATP derivada de la glucólisis es baja4,5,6,7. En el ciclo de Krebs, debido a la falta de O2 biodisponible como aceptor final de electrones, los intermediarios se acumulan, los niveles de NAD(P)+ disminuyen, el piruvato se acumula y las concentraciones de ATP disminuyen. Estos cambios afectan negativamente el metabolismo de la planta, incluida la absorción de nutrientes como el nitrógeno (N) y el fósforo (P) y su asimilación3,8. Además, las plantas sufren de acumulación de etanol y toxinas formadas en el metabolismo anaeróbico9.

La alcohol deshidrogenasa (ADH) es una enzima bien estudiada en las plantas y es inducible en las raíces tras la exposición a condiciones hipóxicas o anaeróbicas. Cuando la biodisponibilidad de oxígeno en la zona radicular es baja, la actividad ADH aumenta significativamente, mejorando la tolerancia de la planta a la hipoxia o anoxia10,11. La actividad ADH se considera esencial para la supervivencia de las plantas en condiciones hipóxicas o anaeróbicas12. Por lo tanto, la actividad de ADH en las puntas de las raíces de las plantas inundadas se utiliza como indicador de la tolerancia potencial a la inundación y la gravedad de la inundación.

La fertilización con oxígeno de la zona de la raíz es un método potencial para mitigar el daño causado por el estrés de las inundaciones. Existen dos tipos de fertilizantes de oxígeno: fertilizantes de oxígeno sólido (SOF), como CaO2 y MgO2, y fertilizantes de oxígeno líquido, como el peróxido de hidrógeno (H2O2)13,14. Los fertilizantes de oxígeno sólido enumerados aquí liberan oxígeno biodisponible lentamente, es decir, fertilizante de oxígeno de liberación lenta, mientras que el fertilizante de oxígeno líquido, H2O2, libera oxígeno biodisponible rápidamente y se considera un fertilizante de oxígeno rápido. El peróxido de hidrógeno puede descomponerse biológicamente por la enzima catalasa (EC 1.11.1.16). La descomposición de H2O2 libera 0,5 mol de O2 biodisponible por mol de H2O2 como se muestra en la ecuación15:

En suelos inundados, los compuestos sólidos de oxígeno (p. ej., CaO2, MgO2) se descomponen en H2O2, que luego proporciona oxígeno biodisponible a la rizosfera, como se muestra en la ecuación1,13:

Por lo tanto, el suelo enmendado con fertilizantes de oxígeno sólido insoluble puede reducir potencialmente el estrés hipóxico en la zona de la raíz causado por la inundación.

Los objetivos de este estudio fueron (1) cuantificar la dinámica de biodisponibilidad de oxígeno de la solución hidropónica con aplicación de H2O2, (2) determinar los efectos de la aplicación de fertilizante de oxígeno en la absorción de N y P por plantas de frijol inundadas, y (3) evaluar el efecto de fertilizantes de oxígeno sólido de liberación lenta a diferentes tasas de crecimiento y rendimiento de frijol inundado.

En la prueba hidropónica 1–1, la "inundación" se define como plantas que crecen en una solución que no recibe aireación ni aplicación de H2O2. En todos los tratamientos, las concentraciones de NO3− y P en la solución nutritiva disminuyeron con el tiempo (Fig. 1), lo que indica que la planta absorbió NO3− y P. Hubo diferencias en las tasas de absorción de nutrientes entre el control y la aireación o la aplicación de H2O2. Sin embargo, no hubo ninguna diferencia significativa en la tasa de absorción de NO3− entre los tratamientos de H2O2 y aireación (Fig. 2). La tasa de absorción de NO3 fue aproximadamente un 50 % más baja con la inundación que con la aireación o el tratamiento con H2O2. El fósforo mostró una tendencia similar a la del NO3−; no hubo una diferencia significativa entre los tratamientos con H2O2 y aireación, pero el control de inundación tuvo una tasa de absorción de P significativamente más baja (Fig. 2) que cada uno de los tratamientos con H2O2 y aireación. La concentración de oxígeno disuelto (OD) no fue significativamente diferente entre los tratamientos con H2O2 y aireación en el experimento de 10 h (Fig. 3). El nivel de OD del control fue significativamente más bajo que cada uno de los tratamientos con H2O2 y aireación después de 2 h. Este resultado también indicó que la aplicación de H2O2 tuvo un efecto ligeramente mejor que la aireación en la oxigenación de la solución hidropónica.

Los cambios dinámicos de las concentraciones de NO3− (I) y P (II) en la solución de medición con tres tratamientos a lo largo del tiempo: (1) inundación sin burbujeo o aplicación de H2O2 después del tiempo preestablecido para la medición (nivel de OD de aproximadamente 100 μM); (2) aireación (burbujeo, 250 μM DO); y (3) aplicación de 529 μM H2O2. Letras diferentes en el mismo punto de tiempo indican diferencias significativas según la prueba de diferencia significativa honesta (HSD) de Tukey (p ≤ 0,05).

La absorción acumulada de NO3− (I) y P (II) con tres tratamientos durante 10 h: (1) inundación (nivel de OD de aproximadamente 100 μM a las 0 h); (2) aireación (burbujeo, 250 μM DO); y (3) aplicación de 529 μM H2O2. Las barras con letras diferentes son significativamente diferentes según la prueba de diferencia significativa honesta (HSD) de Tukey (p ≤ 0.05).

Las concentraciones de oxígeno disuelto (OD) con tres tratamientos durante 10 h: (1) inundación sin aireación ni aplicación de H2O2); (2) aireación (burbujeo, 250 μM DO); y (3) aplicación de 529 μM H2O2. Las barras con letras diferentes son significativamente diferentes según la prueba de diferencia significativa honesta (HSD) de Tukey (p ≤ 0.05).

En el ensayo 1–2, la planta absorbió NH4+ primero en los tratamientos de aireación y H2O2, mientras que absorbió NO3− primero en el tratamiento de inundación. Para el tratamiento de inundación, los niveles de OD disminuyeron de 3 mg L−1 a aproximadamente 0,01 mg L−1 de 0 a 10 h, las concentraciones de NO3− y NH4+ se redujeron con el tiempo (Fig. 4). El agotamiento de NO3- fue más rápido que el de NH4+ de 0 a 8 h, y la concentración de NH4+ se mantuvo mayor que la de NO3-. Después de 10 h, las concentraciones de NO3− y NH4+ no fueron significativamente diferentes. Sin embargo, en los tratamientos de H2O2 y aireación (Fig. 4), la concentración de NH4+ disminuyó más rápido que la de NO3− durante 0 a 8 h, y la concentración de NO3− permaneció mayor que la de NH4+. Los niveles de OD del tratamiento con H2O2 se mantuvieron por encima de 8 mg L-1 durante 0 a 10 h y descendieron a 3 mg L-1 a las 20 h, lo que indica que se debe aplicar H2O2 cada 20 h para mantener una concentración de OD satisfactoria.

Los cambios dinámicos para las concentraciones de NO3−, NH4+ y DO en contenedores con tres condiciones. I = condición de aireación, II = condiciones de inundación (a partir de un nivel de 3 mg L−1 DO, sin suplemento de oxígeno) durante 20 h, y III = condiciones de inundación con 529 μM H2O2 a las 0 h. Amonio = concentración de NH4+, Nitrato = concentración de NO3−, Oxígeno = concentración de OD. Las lecturas de concentración se tomaron cada 10 min.

Para la prueba 1–3, el nivel de OD en la solución fue de 8 mg L−1 al principio, que estaba saturada de aire. Los niveles de OD fueron consistente y significativamente mayores con H2O2 (Fig. 5) que con aireación (8 mg L−1) durante 0 a 20 h. Sin embargo, el nivel de OD cayó a aproximadamente 0,01 mg L-1 después de 20 h, lo que indica que se produjo un estrés hipóxico antes del comienzo del día 2. Al comienzo del día 2, antes de aplicar H2O2, la tasa de absorción de NO3- fue significativamente mayor que la de NH4+ que también se observó en el tratamiento de inundación en el ensayo 1–2 (Fig. 4). El nitrato contiene 3 átomos de oxígeno y puede proporcionar oxígeno como aceptor terminal de electrones en la respiración celular, pero el amonio no contiene oxígeno. La inversión de esta tendencia ocurrió 1 hora después de aplicar H2O2 al comienzo del día 2 y ocurrió 3 horas después de aplicar H2O2 el día 3.

Los cambios dinámicos de las concentraciones de NO3−, NH4+ y DO en el contenedor durante 96 h. La solución en el recipiente se aireó con O2 a las 0 h y se aplicó H2O2 529 μM a las 48 h. Los 5 mg L−1 de NO3− y NH4+ se aplicaron cada 24 h. Amonio = concentraciones de NH4+, Nitrato = concentraciones de NO3−, Oxígeno = concentraciones de DO. Las lecturas de concentración se tomaron una vez cada 10 min.

Para la prueba 2, las plántulas con aplicación de SOF tuvieron significativamente más unidades de lecturas de desarrollo de análisis de suelo (SPAD) que aquellas sin SOF (Tabla 1) 2 días después de la inundación. La lectura SPAD es un indicador del verdor de las hojas relacionado con el contenido de clorofila en las hojas. En las diferentes tasas de CaO2, las lecturas de SPAD fueron más bajas con 1 g de CaO2 que con tasas de CaO2 más altas. Las tasas de aplicación de MgO2 no fueron significativas en el verdor de las hojas. Además, las diferencias en las lecturas SPAD de las plantas inundadas también fueron significativamente mayores con cada uno de 2 g, 4 g CaO2 y 8 g MgO2 que sin aplicar peróxido. Sin embargo, las plantas sin inundación tuvieron lecturas SPAD significativamente mayores con 2 g, 4 g de CaO2 y 4 g, 8 g de MgO2 que con 1 g de CaO2 o sin peróxido. Las lecturas con 1 g de CaO2 fueron significativamente mayores que las del control sin fertilización con oxígeno. No se encontraron diferencias significativas entre 2 g y 4 g de CaO2 y todas las tasas de MgO2 (Tabla 1).

Las plantas inundadas eran significativamente más altas con CaO2 o MgO2 que sin la aplicación de peróxido. La altura de la planta sin inundación fue significativamente mayor con fertilizante de oxígeno que sin fertilizante de oxígeno. Las plantas no inundadas con 4 g CaO2 y 4 g MgO2 fueron las de mayor altura (Cuadro 1).

La biomasa de los brotes de las plantas inundadas fue mayor con CaO2 o MgO2 que sin SOF (Cuadro 1). En el tratamiento sin inundación, solo aquellos con 2 g de MgO2 y sin SOF presentaron la menor biomasa vegetal (Cuadro 1).

Los rendimientos de vaina de ejote inundado fueron mayores con los tratamientos SOF que con el control (Fig. 6). Los tratamientos con 2 g de CaO2 y 8 g de MgO2 tuvieron un rendimiento casi un 50 % mayor que el testigo, significativamente mayor que el resto de los tratamientos (Fig. 6).

Efectos de la inundación y aplicaciones de CaO2 y MgO2 sobre los rendimientos (I) y ADH (II) de habichuela en maceta. El eje horizontal muestra diferentes cantidades de CaO2 y MgO2 aplicadas. CK1 representa el grupo sin CaO2 y MgO2 con inundación, CK2 representa el grupo sin CaO2 y MgO2 y sin inundación. Los contenedores con letras diferentes son significativamente diferentes en p ≤ 0.05.

Como bioindicador, la actividad ADH se utiliza para evaluar los efectos de diferentes cantidades de SOF en el crecimiento y desarrollo de plantas inundadas. Las actividades de ADH fueron significativamente más bajas con todos los tratamientos SOF que con el tratamiento de inundación. Por ejemplo, la actividad de ADH estuvo en un rango de 44 nmol de NADH por minuto por mg de proteína para las plantas de frijol inundado sin fertilización con oxígeno a 5 nmol de NADH por minuto por mg de proteína para aquellas plantas inundadas con 4 g de CaO2 (Fig. 6). Las actividades más bajas de ADH indicaron que los tratamientos con SOF tenían mucho menos estrés por inundación en comparación con el tratamiento por inundación. los tratamientos de 2 g de CaO2, 4 g de CaO2 y 8 g de MgO2 tuvieron actividades de ADH significativamente más bajas que los otros tratamientos (Fig. 6), lo que indica que esos tratamientos tenían incluso menos o ningún estrés por inundación en comparación con los otros tratamientos. Este resultado proporcionó evidencia fisiológica para la evaluación del potencial de SOF para mitigar el estrés de inundación.

En el ensayo 1, el tratamiento con H2O2 tuvo un efecto positivo en la absorción de N y P de las plantas en estrés hipóxico. La tasa de absorción más baja de las plantas inundadas posiblemente fue causada por la escasez de ATP, como resultado de la deficiencia de oxígeno inducida por la inundación y la respiración anaeróbica. Por lo tanto, la aplicación de H2O2, suministrando O2 directamente, fue un método potencial para aliviar el daño por hipoxia. Este hallazgo está respaldado por otros estudios. Jampeetong y Brix16 encontraron que las plantas de Salvinia natans a las que se les suministró NO3− crecieron normalmente en una solución hipóxica, pero se inhibieron en gran medida cuando solo se suministró NH4+ como fuente de nitrógeno.

En el ensayo 2, los resultados mostraron que la aplicación de SOF mejoró el crecimiento y el desarrollo de las plantas de frijol en estrés por inundaciones. Lakitan17 informó que el rendimiento total y la supervivencia de las habas eran susceptibles a la inundación impuesta después de que había comenzado el desarrollo reproductivo (28 DDP), y la inundación impuesta en el crecimiento posterior (> 28 DDP) redujo significativamente los rendimientos totales. Pocas plantas sobrevivieron y no hubo un rendimiento medible cuando se impuso la inundación a los 36 DDP. En el futuro, se deben realizar más ensayos que utilicen SOF con diferentes duraciones de inundación en varias etapas de crecimiento de las plantas.

Después de la absorción, la asimilación de nitrógeno sigue unos pocos pasos que incluyen desde la reducción de NO3− a NH4+ y la posterior incorporación de NH4+ a los aminoácidos18. La reducción de NO3− está catalizada por la enzima nitrato reductasa (NR, EC 1.6.6.1-3). La nitrato reductasa reduce el NO3− a NO2−, que luego se transfiere al cloroplasto para ser reducido a NH4+ por la nitrito reductasa (NiR, EC 1.6.6.4). Después de eso, se usa NH4+ para biosintetizar glutamina por la glutamina sintasa (GS, EC 6.3.5.1)19. La nitrato reductasa es una enzima clave estrechamente regulada por muchos factores ambientales, como las inundaciones20,21. La anoxia y la hipoxia aumentan la actividad de los RN, y el NO3− sin oxígeno molecular disponible se utiliza para oxidar moléculas orgánicas para obtener energía, fenómeno denominado "respiración de nitratos"22. Ese estudio puede respaldar el resultado de que el frijol absorbe más NO3− que NH4+ en hipoxia porque el aumento de la actividad de NR y NiR promovería la absorción y asimilación de NO3−. Los primeros ensayos utilizaron 15 NO3− marcado para controlar la asimilación de nitrato durante la germinación anaeróbica del arroz y demostraron que el 15N se incorporaba a los aminoácidos23. Los resultados confirmaron que el NO3− exógeno suministrado durante la deficiencia de oxígeno había sido asimilado por las plantas23. Incluso si el suministro de NO3− a los cultivos inundados aumenta el porcentaje de supervivencia, los mecanismos bioquímicos y moleculares subyacentes a sus efectos positivos no se conocen por completo. Por lo tanto, se necesitarán investigaciones futuras para investigar los mecanismos para que las plantas sobrevivan a las inundaciones con la enmienda NO3−.

Los resultados de este estudio mostraron la tendencia de que el suplemento de NO3- puede mejorar la absorción de NH4+ (Fig. 4). Por ejemplo, un amplio suministro de NO3− pudo aliviar las consecuencias de la anoxia o hipoxia de las raíces en la cebada9. Se ha planteado la hipótesis de que el NO3− puede servir como aceptor de electrones terminal alternativo en condiciones hipóxicas o anóxicas8. El nitrato puede aliviar las consecuencias de la anoxia de otras maneras. Como un amplio suministro de NO3− puede inducir directamente la actividad de la nitrato reductasa24, por lo que el NADH se desvía de la reducción de acetaldehído a etanol. Se retrasa la acumulación de concentraciones perjudiciales de etanol en las células. Además, el NO3− puede influir en el potencial redox de la rizosfera y puede actuar como una fuente de oxígeno a través de la entrada en raíces con deficiencia de O2 o mediante la absorción en raíces poco profundas parcialmente aireadas9.

Los resultados de este estudio indicaron que los peróxidos, CaO2 y MgO2 tienen el potencial de mitigar el daño por inundaciones en las habichuelas. Varios investigadores han observado que las inundaciones prolongadas provocan el cese del crecimiento de raíces y brotes, el marchitamiento, la disminución de la absorción de nutrientes y, a menudo, la muerte de las plantas25. De acuerdo con Lakitan17, la inundación en diferentes etapas de crecimiento del frijol verde tuvo diferentes efectos en el crecimiento y el rendimiento, y hay evidencia de que una mayor duración de la inundación daría como resultado una menor supervivencia y rendimientos17. Por lo tanto, se justifican más estudios para evaluar los efectos de las fertilizaciones con oxígeno sólido en la reducción del estrés por inundación y las tasas de supervivencia de las judías verdes en diferentes etapas de crecimiento y con diferentes tratamientos de inundación de duración.

Snap bean es susceptible al estrés hipóxico y, a menudo, sufre inundaciones, particularmente en las temporadas de huracanes y tormentas tropicales. Realizamos ensayos hidropónicos y en macetas para investigar cómo la fertilización con oxígeno afecta las tasas de absorción de NH4− y NO3− y P, el crecimiento y los rendimientos de las judías verdes inundadas. Se evaluaron tres peróxidos, incluidos H2O2, CaO2 y MgO2. Los hallazgos de este estudio indicaron que la fertilización con oxígeno tenía el potencial de minimizar el daño por inundaciones en las judías verdes inundadas. La aplicación de peróxido de hidrógeno aumentó significativamente el nivel de oxígeno disuelto y la tasa de absorción de NH4+, NO3− y P por frijol. Snap bean tenía una preferencia de absorción de NH4+-N con suficiente oxígeno biodisponible. Sin embargo, se prefiere el NO3-N en condiciones de inundación. La dosis correcta de fertilizante de oxígeno sólido de 2 g CaO2 u 8 g MgO2 tuvo el mayor rendimiento entre todas las plantas de frijol inundado. Por lo tanto, las fertilizaciones de oxígeno con CaO2 y MgO2 tenían el potencial de seguir absorbiendo nutrientes como N y P por las plantas de frijol inundado, reducir el daño por inundación y minimizar la pérdida de rendimiento. Estos métodos novedosos de fertilización con oxígeno pueden mitigar las pérdidas económicas y beneficiar a la agricultura que a menudo se enfrenta a diferentes tensiones hipóxicas.

El frijol (P. vulgaris. cv. 'Bronco') es un cultivo vegetal primario y se cultiva ampliamente en EE. UU. Las semillas de 'Bronco' están disponibles comercialmente para investigación y reproducción y se compraron a una empresa de semillas, HOSS TOOLS ubicada en Norman Park, GA (coordenadas GPS: Latitud: 31.2462 y Longitud -83.6549) antes de que comenzara el estudio en la primavera de 2015. Milagro -La tierra para jardín Gro® se adquirió de Lowes en Gainesville, FL.

En el ensayo 1, las semillas de judías verdes se empaparon en H2O2 al 0,15 % durante 24 h y se enjuagaron con agua desionizada (DI) 5 veces, y luego se colocaron en una placa de Petri de 12 cm con papel de filtro humedecido y se sellaron dentro de un cierre hermético. bolsa de plástico e incubar a 33 °C durante la noche. Después de la emergencia de las plántulas, cada plántula se trasplantó a una canasta de malla plástica de 5,1 cm de diámetro. Las cestas (Net Pots Net Cups, Heavy Duty Plastic Net Pot with Wide Rim Design) se colocaron en un sistema aeropónico para permitir un rápido crecimiento y desarrollo de las raíces. El sistema aeropónico constaba de un tanque medio lleno con solución de Hoagland al 10 %26, una bomba de nebulización, tubos y tres aspersores que rociaban continuamente las raíces. Después de dos semanas, las plántulas con tres hojas verdaderas se transfirieron del sistema aeropónico a un sistema hidropónico donde las raíces se sumergieron en 1000 ml de solución de CaSO4 0,2 mM para uso de medición. El uso de solución de CaSO4 0,2 mM fue para proteger las membranas, ya que el calcio es esencial para la integridad y selectividad de las membranas biológicas27.

En el ensayo 2, se utilizaron macetas de dos tamaños para diferentes propósitos. Las macetas más pequeñas con 7,6 cm de diámetro × 8,9 cm de altura fueron para la germinación de semillas. Las macetas más grandes con 15 cm de diámetro × 16,5 cm de altura para la producción. Se utilizó tierra de jardín Miracle-Gro® y los fertilizantes se aplicaron por maceta de la siguiente manera: NH4NO3, 2,92 g; superfosfato triple, 1,65 g; cloruro de potasio, 0,44 g por bote.

Todos los ensayos se realizaron en el Departamento de Ciencias Hortícolas de la Universidad de Florida/IFAS, Gainesville, Florida. Los ensayos hidropónicos tenían tres subensayos. Los ensayos 1–1 y 1–2 tuvieron los mismos tratamientos con cuatro repeticiones. El ensayo 1-1 se llevó a cabo en una cámara de crecimiento ambientalmente controlada con un rango de temperatura de 23-27 °C, 16 horas de luz diurna y 8 horas de oscuridad. Las pruebas 1–2 y 1–3 se realizaron en un invernadero estándar con un rango de temperatura de 23–27 °C. La prueba 2 se llevó a cabo en un túnel alto bajo una atmósfera natural. Los tratamientos fueron impuestos por (1) control de inundación sin burbujeo o aplicación de H2O2 después del tiempo preestablecido (nivel de OD de aproximadamente 100 μM al principio, sin suplemento de oxígeno), (2) aireación (suministro continuo de oxígeno con una bomba de aire), y (3) H2O2 (aplicación de 529 μM H2O2 a las 0 h). El medio de cultivo fue 1 L de agua DI con 0,22 g L−1 KH2PO4, 0,373 g L−1 KNO3, 0,02 g L−1 CaSO4, 0,012 gL−1 MgSO4, 0,29 mg L−1 H3BO3, 0,18 mg L−1 MnCl2∙ 4H2O, 0,02 mg L−1 ZnSO4∙7H2O, 0,008 mg L−1 CuSO4∙5H2O, 0,002 mg L−1 H2MoO4∙H2O, 0,65 mg L−1 ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) y 0,62 mg L−1 FeSO4∙7H2O. Para el ensayo 1–1, se recogieron muestras de 2 ml del centro de las macetas cada 2 h durante 10 h. Las muestras se analizaron para detectar orto-P (método EPA 365.3) y NO3- (método EPA 352.1) utilizando un analizador discreto Seal AQ-2 (2006 SEAL Analytical Ltd. Mequon, WI) (Fig. 1).

Para los ensayos 1 y 2, se configuraron sensores de oxígeno disuelto Neulog™, sensores Neulog NO3− y sensores Neulog NH4+ para cada contenedor para monitorear los cambios de concentración (Fig. 7). Esos tres sensores se combinaron e instalaron en cada contenedor, y se usó papel de aluminio para sostener los sensores y las plantas y bloquear la luz solar. Los datos se monitorearon cada 10 min durante 20 h y se registraron con el sensor de oxígeno disuelto NeuLog™, sensores registradores de nitrato y sensores registradores de amonio (sensor de oxígeno disuelto de la marca Neulog, EISCO Scientific, Rochester, NY, EE. UU.).

El diagrama del contenedor y los sensores utilizados para monitorear los cambios en las concentraciones de NH4+, NO3− y OD en hidroponía con una planta de judías verdes.

Los ensayos 1 a 3 utilizaron los mismos sensores y configuraciones que los ensayos 1 a 2 para monitorear los cambios de nitrógeno constantemente dinámicos durante 96 h (96 h). El medio de crecimiento fue 1 L de agua DI con los mismos ingredientes que en el ensayo 1-1, pero utilizó 0,57 g L-1 NH4H2PO4 y 1,8 g L-1 KNO3 en lugar de 0,22 g L-1 KH2PO4 y 0,373 g L-1 KNO3. Además, se aplicaron 0,57 g L−1 de NH4H2PO4 y 1,8 g L−1 de KNO3 cada 24 h para proporcionar 5 mg L−1 de NO3− y 5 mg L−1 de NH4+. Los datos se registraron cada 30 min durante 4 días (96 h).

En el ensayo 2 se utilizó un diseño completamente al azar con 4 repeticiones. Había dos SOF a diferentes proporciones, es decir, CaO2 a 0, 1, 2 y 4 g por maceta y MgO2 a 0, 2, 4 y 8 g por maceta. Las semillas se sembraron en macetas de 7,6 cm durante dos semanas y se transfirieron a macetas de 15,2 cm (volumen interno: 2622 cm3) después de la germinación. Las SOF, CaO2 o MgO2 se mezclaron con la tierra (aproximadamente 2000 cm3 por maceta), la tierra mezclada se agregó a las macetas de 15,2 cm y luego las plántulas se trasplantaron a las macetas, respectivamente. Se sembró una plántula por maceta. Las tasas de fertilización se basaron en el manual de producción de hortalizas de Florida28. Las dosis de aplicación de N, P y K fueron de 112 kg ha−1, 134 kg ha−1 y 134 kg ha−1 para toda la temporada. Después de una semana, ambos grupos con CaO2 y MgO2 se dividieron cada uno en dos subgrupos. Un subgrupo se inundó individualmente en baldes de 18,9 L llenos de agua para simular las condiciones de inundación durante dos días, mientras que otro subgrupo no se inundó.

Los datos de verdor de la hoja que representan el contenido de clorofila de la hoja determinado por un medidor SPAD (Knoica-Minolta, Osaka, Japón), la altura de la planta, las actividades de ADH y la biomasa de los brotes se midieron cuando las plantas inundadas comenzaron a marchitarse. Para recopilar datos de rendimiento, este ensayo se repitió de manera idéntica y los rendimientos se midieron 55 DDP.

En el ensayo 2, dos días después de la inundación, se cosechó aproximadamente 1 g de raíces (4–5 cm desde las puntas) por tratamiento y se colocó en un recipiente lleno de nitrógeno líquido. La actividad ADH de la raíz se determinó de acuerdo con una modificación del método30 como sigue. Las puntas de las raíces (1 g) se homogeneizaron en una solución tampón de extracción (10 ml) compuesta por 7,88 g L-1 Tris-HCl (pH 8,0), 0,29 g L-1 EDTA, 0,5 μg L-1 DTT y 0,08 mg L−1 β-mercaptoetanol. Luego, la solución de extracción de la enzima ADH se centrifugó a 4 °C a 15 000 rpm durante 10 min. Se añadieron 100 μL de solución enzimática a 900 μL de una solución de reacción compuesta por 7,88 g L-1 Tris-HCl (pH 9,0), 0,29 g L-1 EDTA y 0,66 g L-1 NAD. La mezcla se incubó en tubos de microcentrífuga de 1,5 ml en un baño de agua a 30 °C durante 3 min. Para iniciar la reacción medible, se agregaron 100 µL de etanol al 100 % a la mezcla de reacción de 900 µL. Las medidas se tomaron después de 15 s y la absorbancia en A340 se registró cada 15 s durante dos minutos. Después de un tiempo de reacción de 1 min en la cubeta, se realizó la lectura a 340 nm con un espectrofotómetro (Eppendorf BioSpectrometer®, Hauppauge, NY.USA) para determinar la concentración de NADH. La actividad se calculó utilizando un valor de 6,22 mmol−1 cm−1 como coeficiente de extinción molar de NADH a 340 nm31.

Todos los análisis estadísticos se realizaron utilizando el software estadístico R Studio (RSTUDIO, INC., Boston, MA). Se aplicó ANOVA unidireccional para probar la importancia de las lecturas de SPAD, la altura de las plantas, la biomasa de los brotes, el rendimiento y las actividades de ADH. Las comparaciones de medias para los efectos significativos se determinaron utilizando pruebas Tukey HSD. Todos los datos recopilados se sometieron a análisis estadístico a través de ANOVA y se calculó el valor de (HSD al 5 % para comparar cada dos medias. Las diferencias entre las medias y los coeficientes de correlación se consideraron estadísticamente significativas al nivel de p < 0,05.

Todos los experimentos en plantas, incluida la recolección de materiales de frijol, 'Bronco' utilizado como cultivar, se realizaron estrictamente de acuerdo con las pautas, regulaciones y leyes pertinentes.

Wadman-van Schravendijk, H. & van Andel, OM Interdependencia del crecimiento, las relaciones hídricas y el nivel de ácido abscísico en Phaseolus vulgaris durante el anegamiento. Fisiol. Planta. 63, 215–220 (1985).

Holbrook, NM & Zwieniecki, MA Biología vegetal: puerta de agua. Naturaleza 425, 361–361 (2003).

Artículo ADS CAS Google Académico

Ma, M., Cen, W., Li, R., Wang, S. & Luo, J. Las vías reguladoras moleculares y la adaptación metabólica en la germinación de semillas y el crecimiento temprano de plántulas de arroz en respuesta al bajo estrés por O2. Plantas 9, 1363 (2020).

Artículo CAS Google Académico

Zhang, Y., Liu, G., Dong, H. y Li, C. Estrés por anegamiento en el algodón: Daño, adaptabilidad, estrategias de alivio y mecanismos. Cultivo J. 9, 257–270 (2021).

Artículo Google Académico

Li, Y. et al. Efecto de la aireación del suelo sobre la morfología de las raíces y las características fotosintéticas de plantas de tomate (Solanum lycopersicum) en maceta a diferentes niveles de salinidad de NaCl. BMC Plant Biol. 19, 1–15 (2019).

Artículo Google Académico

Tian, ​​LX, Zhang, YC, Chen, PL, Zhang, FF, Li, J., Yan, F. y Feng, BL (2021). ¿Cómo afecta el régimen de anegamiento al rendimiento de los cultivos? Un meta-análisis global. Frente. Ciencias de las plantas, 12.

Zabalza, A. et al. Regulación de la respiración y fermentación para controlar la concentración de oxígeno interno de la planta. Fisiol vegetal. 149, 1087–1098 (2009).

Artículo CAS Google Académico

Ma, Z., Bykova, NV e Igamberdiev, AU Mecanismos de señalización celular y regulación metabólica de la germinación y la latencia en semillas de cebada. The Crop J. 5, 459–477 (2017).

Artículo Google Académico

Drew, MC Deficiencia de oxígeno y metabolismo de la raíz: lesión y aclimatación bajo hipoxia y anoxia. Ana. Rev. Plant Physiol. Planta Mole. Biol. 48, 223–250 (1997).

Kato-Noguchi, H. Evaluación de la importancia del lactato para la activación de la fermentación etanólica en la lechuga en anoxia. Fisiol. Planta. 109, 28–33 (2000).

Artículo CAS Google Académico

Morimoto, K. & Yamasue, Y. Capacidad diferencial de fermentación alcohólica entre las semillas de variedades de Echinochloa crus-galli tolerantes a inundaciones y susceptibles a inundaciones. Biología de malezas. Administrar 7, 62–69 (2007).

Artículo CAS Google Académico

Johnson, JR, Cobb, BG y Drew, MC Inducción hipóxica de tolerancia a la anoxia en raíces de adh1 nulo Zea mays L. Plant Physiol. 105, 61–67 (1994).

Artículo CAS Google Académico

Liu, GD & Porterfield, DM Enriquecimiento de oxígeno con peróxido de magnesio para minimizar el estrés hipóxico del maíz inundado. J. Plant Nutr. Ciencia del suelo 177, 733–740 (2014).

Artículo CAS Google Académico

Liu, GD, Li, YC, Migliaccio, K., Olczyk, T. & Alva, A. La fertilización con oxígeno mejora el crecimiento y la eficiencia del uso de nitrógeno de la albahaca italiana inundada (Ocimum Basilicum L.). internacional J. verduras. ciencia 19, 217–227 (2013).

Gil, PM, Ferreyra, RE, Barrera, CM, Zuniga, CE & Gurovich, LR Efectos de la inyección de peróxido de hidrógeno en suelo franco arcilloso pesado sobre el estado hídrico de la planta, la asimilación neta de CO2, la biomasa y la anatomía vascular de los árboles de aguacate. Chil. J. Agric. Res. 69, 97–106 (2009).

Google Académico

Jampeetong, A. & Brix, H. Estrés de oxígeno en Salvinia natans: Efectos interactivos de la disponibilidad de oxígeno y la fuente de nitrógeno. Reinar. Exp. Bot. 66, 153–159 (2009).

Artículo CAS Google Académico

Lakitan, B., Wolfe, DW y Zobel, RW Las inundaciones afectan el rendimiento de las judías verdes y la variación genotípica en el intercambio de gases de las hojas y la respuesta del crecimiento de las raíces. Mermelada. Soc. hort. ciencia 117, 711–716 (1992).

Artículo Google Académico

Masclaux-Daubresse, C. et al. Captación, asimilación y removilización de nitrógeno en las plantas: Desafíos para una agricultura sostenible y productiva. Ana. Bot. 105, 1141–1157 (2010).

Artículo Google Académico

Stitt, M. Regulación de nitratos del metabolismo y el crecimiento. actual Opinión Biol. vegetal 2, 178–186 (1999).

Artículo CAS Google Académico

Wray, JL Enfoques moleculares para el análisis de la asimilación de nitritos. Entorno de células vegetales. 11, 369–382 (1998).

Artículo Google Académico

Campbell, WH Estructura, función y regulación de la nitrato reductasa. año Rev. Plant Physiol. Planta Mol. Biol. 50, 277–303 (1999).

Klok, EJ et al. Análisis del perfil de expresión de la respuesta baja en oxígeno en cultivos de raíces de Arabidopsis. Célula vegetal 14, 2481–2494 (2002).

Artículo CAS Google Académico

Reggiani, R. & Bertani, A. Metabolismo de aminoácidos anaeróbicos. Ruso. J. Plant Physiol. 50, 733–736 (2003).

Artículo CAS Google Académico

Aslam, M. & Huffaker, RC Papel de nitrato y nitrito en la inducción de nitrito reductasa en hojas de plántulas de cebada. Fisiol vegetal. 91, 1152–1156 (1989).

Artículo CAS Google Académico

Schaffer, P., Andersen, BC & Ploetz, RC Respuestas de cultivos frutales a inundaciones. hort. Rev. 13, 257–313 (1993).

Google Académico

Hoagland, RR & Arnon, DI El método de cultivo de agua para cultivar plantas sin suelo. California Agric. Exp. Circo de la estación. 347, 1–32 (1950).

Google Académico

Lynch, J., Cramer, GR & Lauchli, A. La salinidad reduce el calcio asociado a la membrana en los protoplastos de raíz de maíz. Fisiol vegetal. 83, 390–394 (1987).

Artículo CAS Google Académico

Mathews LP, Peter JD, Shinsuke A., Hugh AS, et al. Manual de producción de hortalizas de Florida, edición 2021–2022. Instituto de Ciencias Agrícolas y Alimentarias de la Universidad de Florida. https://doi.org/10.32473/edis-cv292-2021.

Hoel, BO Uso de un medidor de clorofila portátil en trigo de invierno: evaluación de diferentes posiciones de medición en las hojas. Acta Agric. 48, 222–228 (1998).

Google Académico

Chung, HJ & Ferl, RJ La expresión de alcohol deshidrogenasa de Arabidopsis tanto en brotes como en raíces está condicionada por el entorno de crecimiento de las raíces. Fisiol vegetal. 121, 429–436 (1999).

Artículo CAS Google Académico

Schomburg, KT et al. Biotecnología computacional: predicción de la inhibición de enzimas por parte de sustratos competitivos mediante compuestos tampón con acoplamiento proteína-ligando. J. Biotechn. 161, 391–401 (2012).

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Ed Hanlon, Ashok Alva de la Universidad de Florida y Mary Dixon de la Universidad de Auburn revisaron y ayudaron a mejorar el manuscrito.

Departamento de Ciencias Hortícolas, Universidad de Florida/IFAS, 1253 Fifield Hall, 2550 Hull Road, PO Box 110690, Gainesville, FL, 32611, EE. UU.

Danyang Liu, Anna-Lisa Paul y Guodong Liu

Departamento de Ciencias del Suelo y el Agua, Universidad de Florida/IFAS, McCarty Hall, Gainesville, FL, 32611, EE. UU.

kelly t morgan

Centro Interdisciplinario de Investigación Biotecnológica de la Universidad de Florida, Gainesville, FL, 32610, EE. UU.

Ana-Lisa Paul

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GDL, DL, AL.P. y KTM conceptualizaron los experimentos. DL realizó los experimentos, analizó los datos y escribió el primer borrador del manuscrito. Todos los autores contribuyeron a la edición y mejora del manuscrito. GDL finalizó el manuscrito.

Correspondencia a Guodong Liu.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Liu, D., Paul, AL., Morgan, KT et al. Efectos de la fertilización con oxígeno en la reducción de daños en habichuela inundada (Phaseolus vulgaris L.). Informe científico 12, 4282 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-08165-5

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Recibido: 29 Septiembre 2021

Aceptado: 03 de marzo de 2022

Publicado: 11 de marzo de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-08165-5

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